电镜样品取材的基本要求

⑴ 快 取材的动作要迅速，最好在材料离体后１min内就进入固定液,最好不要超过10 min；解剖器械要锋利(可使用新的双面刀片)，避免牵拉和挤压，尽量减少取材中的机械损伤。

⑵ 准 取材要准确。①器官要准确；②部位要准确：如胃肠道、皮肤和角膜、视网膜、耳蜗等一定要注意方向性，确保要观察的部位在切面方向。组织块的包埋方向与切面方向要十分清楚，尽量自己在包埋前进行定位。

⑶ 冷 取材过程应尽量在低温下进行（０～４℃），以降低酶的活性，减少细胞内结构的损伤。

⑷ 小 所取材料体积要小，一般不超过1mm3，可以取成条状，但截面约1mmX 1mm。因为固定剂的渗透力较弱，若组织块太大，块的内部将得不到良好的固定。

1 动物及人体组织的取材

动物组织的取材，应在麻醉（1%戊巴比妥钠按5ml/kg体重腹腔注射）或断头急性处死，解剖出所需器官，用解剖剪刀剪取一小块组织，放在干净的纸板上，滴一滴冷却的固定液，用新的、无油污锋利的（双面）刀片将材料切成大约1mm宽，2～3mm长的小块，再将其切成１mm3的小块，取材要尽量快速准确。如果有方向要求，如一些空腔器官、皮肤、角膜等，要注意方向性，保证需要观察的部位准确取到。最后用牙签将这些小块逐一放入盛有冷的新鲜固定液的有盖青霉素小瓶里，放入冰箱冷藏室低温固定（４℃）过夜。尽快送中心实验室进行处理。

2 培养细胞的取材

生长在培养瓶和培养板中的培养细胞取材时，悬浮细胞可直接离心，贴壁细胞应先倒出培养液，采用胰蛋白酶消化或用细胞刮刮下。而后带培养液进行离心（1000～1500 rpm）10 min左右。离心完毕倒出培养液，管底的细胞团不要打散，沿管壁缓慢倒入适量的（一般为材料体积的5～10倍）2.5～3%戊二醛固定液，固定约1h，也可在4℃冰箱固定过夜。尽快送中心实验室进行后固定，也可自己用1%锇酸固定后送样。

3 植物组织的取材

植物组织的取材比较容易，植物细胞离体后变化不像动物细胞那样迅速，但植物细胞的细胞壁阻碍着固定液的迅速渗透。因此，植物材料的取材宜切成薄片状，经适当固定后再切成小方块。

取材后还要经过组织处理，聚合包埋，修块，切片，染色等，然后就可以上透射电子显微镜观察，